一、取材基本要求

新鲜和保鲜：取材的组织应尽量在4~6小时内制作成细胞。若不能及时培养，可将组织浸泡于培养液内，放置于冰浴或4℃冰箱中。如果组织块很大，应先将其切成1cm³以下的小块再低温保存，但时间不能超过24小时。

1.无菌操作：取材时应严格无菌操作，使用无菌包装的器皿或用事先消毒好的、带少许培养液（内含青、链霉素）的小瓶等便于携带的物品取材。

2.防止机械损伤：取材和原代培养时，要用锋利的器械如手术刀切碎组织，尽可能减少对细胞的机械损伤。

3.去除无用组织：对于组织样本带有的血液、脂肪、神经组织、结缔组织和坏死组织，取材时要细心除去。分离时为避免组织干燥，可在含少量培养液的器皿中进行。

4.注意组织类型：原代培养，特别是正常细胞的培养，应采用营养丰富的培养液，最好添加胎牛血清。一般来说，胚胎组织较成熟个体的组织容易培养，分化低的较分化高的组织容易生长。

5.记录与留样：为了便于以后鉴别原代组织的来源和观察细胞体外培养后与原组织的差异性，原代取材时要同时留好组织学标本和电镜标本。

二、各类组织的取材技术

1.皮肤和粘膜：主要取自于手术过程中的皮片，方法似外科取断层皮片手术操作，但面积一般2~4平方厘米。注意取材时不要用碘酒消毒，必要时可用高浓度抗生素溶液漂洗。

2.内脏和实体瘤：内脏除消化道外基本是无菌的，但取材时要明确和熟悉所需组织的类型和部位。实体瘤取材时要取肿瘤细胞丰富的区域，要避开破溃、坏死液化部分，以防污染，尽量去除混杂的结缔组织。

3.血液细胞：一般多抽取静脉外周血，或从淋巴组织中（如脾、扁桃体、胸腺、淋巴结等）分离细胞，取材时应注意抗凝。常用肝素作为抗凝剂，其浓度以产生抗凝效果的最小量为宜，量过大易导致溶血。肝素常用浓度为20U/mL，抽血前针管要用浓度较高的肝素（500U/mL）湿润。抽血时要严格无菌。

4.骨髓、羊水、胸/腹水细胞：必须严格无菌，注意抗凝，还要尽快分离培养。离心后，用无钙、镁PBS洗两次，再用培养液洗一次后即可培养，不宜低温存放。

5.动物组织：

鼠胚组织：先用引颈或气管窒息致死法处死孕期合适的动物，然后将其整个浸泡在含有75%酒精的烧杯中，5分钟后取出动物（注意时间不能太长，以避免酒精从口或其他通道进入体内，影响组织活力）。在消毒过的木板上可用无菌的图钉或大头针固定四肢，切开皮肤，用无菌操作法解剖取胚。

幼鼠胚肾（或肺）：幼鼠处死后，固定在木板上，先切开游离毛皮并拉开至两侧，然后根据需要从胸腔或腹腔取出所需组织。

6.鸡（鸭）鸟类胚胎组织：

取孵化至适当胚龄（9~12天）的胚蛋，用照蛋灯在暗处灯检，若有丰富血管、胚体有运动的胚蛋，说明胚体发育良好，并用有色笔划出气室和胚体位置。

将胚蛋置于蛋架上，先用温水清洗蛋壳，再用75%酒精棉球擦干。经碘酒、75%酒精消毒后，在无菌条件下采用无菌法用剪刀或镊子打开气室，沿气室边缘去除蛋壳。

用眼科镊撕去壳膜，暴露出鸡胚。

用弯头镊轻挑起胚头，取出胚胎，放入无菌平皿中，解剖取材。

三、取材后的处理

1.组织块接种：将组织剪碎成小块后接种于培养瓶（或皿）中。为了促进组织块尽快粘贴在培养瓶皿上，可以在种植前先将胶原薄层涂在培养瓶底壁上。

2.消化分离：对于细胞外基质成分硬度较强的组织，可以采用消化法将组织消化成单一细胞，形成细胞悬液。消化时需注意消化酶的选择、消化时间和消化温度等条件，以避免对细胞造成损伤。常用的消化酶有胰蛋白酶和胶原酶等。

3.悬浮细胞分离：如果组织材料来自血液、羊水、胸水或腹水的悬液材料，最简单的方法是采用1000r/min的低速离心10分钟。经离心后由于各种细胞的比重不同可在分层液中形成不同层，这样可根据需要收获目的细胞。